在生命微觀尺度下，蛋白質是極為關鍵的生物大分子，廣泛參與細胞結構維系、物質轉運、新陳代謝催化、信號傳導調控等生命活動，是生命活動的重要基石。蛋白質功能的發揮依賴蛋白質-蛋白質相互作用（PPI），PPI參與細胞內眾多生理過程，如基因表達調控、信號傳導調控等。以信號傳導為例，細胞接收信號后通過蛋白質間有序的相互作用傳遞放大信號，引發生理響應，因此PPI是細胞正常生理功能實現的核心機制，異常時易引發多種疾病。探究其作用機制和規律是生命科學領域的重要課題。
蛋白質相互作用可以分為穩定相互作用和瞬時相互作用兩種類型。這兩種類型的相互作用均存在強弱差異。
穩定相互作用主要存在于多亞基復合物中，這類相互作用可通過免疫共沉淀或Pull down等方法鑒定。
瞬時相互作用參與細胞內蛋白質修飾、運輸、折疊、信號傳導、細胞周期等多數生理過程，通常作為生理過程的“分子開關"發揮臨時調控作用，其結合強度可強可弱、作用時間可長可短，但一般需要特定條件觸發。瞬時相互作用可通過交聯或標記轉移等方法來檢測。
接下來我們一起了解在生命科學研究中檢測蛋白間相互作用的常用方法。
（一）技術簡介
酵母雙雜交技術是蛋白互作研究的經典方法，起源于20世紀80年代末。它利用酵母轉錄因子（如GAL4）的結構特征檢測蛋白互作——這類轉錄因子通常由DNA結合結構域（BD）和轉錄激活結構域（AD）組成，僅當二者空間靠近時才能激活報告基因轉錄。在該系統中，將待檢測的兩種蛋白分別與BD、AD融合，構建成誘餌蛋白（BD-靶蛋白）和獵物蛋白（AD-待測蛋白）并導入酵母細胞表達。若兩種蛋白發生互作，BD與AD將在空間上靠近，使BD結合到報告基因上游的激活序列（UAS），同時AD激活下游報告基因（如HIS3、LEU2等營養缺陷型基因或β-半乳糖苷酶基因）的轉錄。通過觀察酵母在營養缺陷培養基上的生長情況，或檢測β-半乳糖苷酶的顯色活性（如X-Gal染色），即可判斷蛋白間是否存在互作。
（二）實驗注意事項
1. 在構建載體時，要確保融合蛋白的正確表達，避免因基因插入錯誤或表達異常導致實驗失敗；
2. 要對誘餌蛋白進行自激活檢測，防止其自身激活報告基因，產生假陽性結果；
3. 在篩選文庫時，要設置合適的對照，如陽性對照和陰性對照，以準確判斷實驗結果；
4. 由于酵母細胞的生長狀態對實驗結果有影響，所以要保證酵母感受態細胞的質量，操作過程也要嚴格按照無菌要求進行，防止雜菌污染。
（三）優勢與局限
?優勢：
1. 高通量篩選能力：可從 cDNA 文庫（含數萬克隆）中大規模篩選互作蛋白，適用構建蛋白質互作網絡；
2. 模擬體內環境：在酵母細胞內檢測互作，保留蛋白折疊與核定位等生理條件，適合核蛋白互作分析；
3. 操作簡便：無需純化蛋白，通過報告基因（如營養缺陷、顯色反應）表型篩選，適合實驗室常規應用；
4. 檢測直接互作：可鑒定蛋白間的直接相互作用，無需依賴第三方因子（如抗體）。
?局限：
1. 假陽性/假陰性率高：約30%-50%陽性克隆為非特異性互作（如自激活現象），膜蛋白、分泌蛋白等因無法進入細胞核易漏檢；
2. 依賴蛋白表達與定位：核蛋白互作檢測效率高，胞質/膜蛋白需進行特殊改造（如使用膜系統酵母雙雜交技術）；
3. 無法檢測動態互作：報告基因表達需數小時至數天，難以捕捉瞬時/弱互作（如信號通路中的動態結合）；
4. 物種局限性：哺乳動物蛋白可能因糖基化、磷酸化等翻譯后修飾差異，可能導致互作失敗。
免疫共沉淀（Co-IP）是在細胞裂解液體系中驗證蛋白質相互作用的技術，能在細胞內天然狀態下捕獲相互作用的蛋白質。其原理是基于抗體對目標蛋白表位的特異性識別。細胞裂解后，向裂解液加入針對目標蛋白的特異性抗體，抗體與目標蛋白結合形成免疫復合物，再利用能與抗體Fc段特異性結合的介質（如ProteinA/G瓊脂糖珠）沉淀免疫復合物。經多次洗滌去除雜質蛋白，最后用Western Blotting分析沉淀所得的蛋白復合物，或者使用質譜檢測與目標蛋白相互作用的潛在蛋白。
（二）實驗注意事項
1. 抗體選擇：使用高特異性、高親和力的IP抗體，可通過Western blot預實驗檢測抗體對目標蛋白的表位識別能力，驗證無明顯非特異性條帶。需根據抗體種屬選擇匹配的 Protein A/G 介質，避免因Fc段結合效率低導致沉淀失敗。
2. 樣品制備：使用新鮮細胞或組織（避免反復凍融），根據目標蛋白選擇裂解液（如NP-40或RIPA），添加蛋白酶/磷酸酶抑制劑，防止蛋白降解或修飾丟失，裂解后迅速離心取上清，去除細胞碎片。
3. 對照設置：陰性對照：同型IgG或空載體轉基因材料；Input對照：驗證目標蛋白在樣品中表達。
4. 結合條件優化：調整抗體和磁珠/瓊脂糖的比例，避免過量抗體導致非特異性結合，優化孵育時間（通常4℃過夜）和溫度。
5. 洗滌條件：根據實驗調整洗滌緩沖液鹽濃度，如用含 Triton X-100的低鹽/高鹽緩沖液（如PBS+0.1%Triton X-100）梯度洗滌，去除非特異性結合，同時避免強洗滌條件破壞蛋白復合物。
（三）優勢與局限
?優勢：
1. 生理相關性強：在細胞內天然狀態下檢測蛋白互作，保留翻譯后修飾（如磷酸化、泛素化）和亞細胞定位信息，更貼近生理環境（區別于體外Pull-down技術）。
2. 樣本適用性廣：可用于細胞裂解液、組織樣本（如冰凍/石蠟切片組織提取液），甚至轉基因動物的體液樣本，兼容內源蛋白和外源表達蛋白的檢測。
3. 操作兼容性高：結合質譜（MS）可篩選未知互作蛋白，構建互作網絡，通過WB能特異性驗證已知互作蛋白。
?局限：
1. 間接互作干擾：檢測到的蛋白復合物可能是通過第三方因子連接的間接結合，無法直接證明兩蛋白的物理結合，需結合體外Pull-down實驗或酵母雙雜交驗證直接互作。
2. 低豐度蛋白限制：對低表達蛋白的敏感性不足，需要增加樣本投入量或借助交聯劑固定（但可能增加非特異性結合風險）。
3. 抗體依賴性強：抗體質量直接影響結果，可能漏檢某些互作（如表位被遮蔽）或產生假陽性（非特異性結合）。
4. 動態互作捕捉難：難以捕獲瞬時或弱相互作用（如激酶-底物的短暫結合），需優化孵育時間或使用交聯劑（如甲醛）固定。
（一）技術簡介
Pull-down實驗是體外研究蛋白質相互作用的經典方法，基于親和層析原理，能捕獲并鑒定與目標蛋白（誘餌蛋白）相互作用的其他蛋白。流程為：先將誘餌蛋白與特定標簽（如GST、His、Halo、Flag等）融合表達，利用親和層析純化融合蛋白，隨后，將純化的融合蛋白通過標簽與固相支持物上配體特異性結合，形成固定化的誘餌蛋白。然后將含獵物蛋白的細胞裂解液或蛋白溶液，與固定化誘餌蛋白孵育，通過洗去未結合蛋白，捕獲具有相互作用的蛋白復合物。最后洗脫分離結合的蛋白復合物，可使用Western Blotting驗證已知互作蛋白或質譜分析篩選未知互作蛋白。
（二）實驗注意事項
1. 蛋白表達純化：根據需求選擇原核（如E.coli，表達需注意蛋白可溶性，避免包涵體形成）或者真核（如HEK293、昆蟲細胞等，適合復雜修飾的蛋白）表達系統。
2. 樣本制備：裂解液的成分需根據研究對象進行優化，過高濃度的去垢劑可能破壞蛋白-配體的相互作用，樣本需充分離心或過濾，去除細胞碎片等雜質。
3. 配體與基質選擇：配體的親和力和特異性直接影響實驗結果，需通過預實驗篩選最佳配體；基質應選擇非特異性吸附低的類型，并嚴格控制配體的偶聯效率和密度。
4. 對照設置：設置陰性對照（如空載表達的蛋白或無關配體），陽性對照（已知與配體結合的蛋白），input對照（同步檢測目標蛋白表達量，確保樣本制備一致性），以確保實驗結果的可靠性。
（三）優勢與局限
?優勢：
1. 無需抗體：僅需將誘餌蛋白標記（如GST、His等標簽），避免因抗體特異性差或者制備困難導致的實驗阻礙，尤其適用于無商業化抗體的蛋白研究。
2. 靈活性高：可精準設計誘餌蛋白的突變體、結構域或翻譯后修飾（如磷酸化位點突變），研究結構、修飾等對互作的影響。
3. 樣本兼容性廣：適用于原核/真核表達蛋白、細胞裂解液、合成多肽（如抗原表位肽），或者化學合成的小分子配體。
4. 應用范圍廣：可用于研究蛋白質與蛋白質、小分子化合物、核酸等多種配體的相互作用，在藥物靶點發現、信號通路機制研究等領域具有重要應用價值。
?局限：
1. 非特異性背景干擾：配體或基質可能非特異性吸附蛋白，導致假陽性信號。需通過陰性對照（空標簽基質）和BSA封閉基質降低背景。
2. 低豐度蛋白檢測困難：對于細胞內低表達的蛋白質，由于親和捕獲效率有限，可能難以有效富集，影響檢測靈敏度。
3. 無法區分直接與間接相互作用：實驗捕獲的蛋白復合物中，可能包含與目標蛋白間接結合的蛋白，需要進一步進行點對點實驗來驗證兩蛋白是否直接互作。
4. 動態互作捕捉難：體外孵育時間通常 2-4 小時，無法模擬細胞內瞬時互作（如激酶 - 底物結合僅數秒）。
5. 表達系統限制：原核表達缺乏真核修飾（如糖基化），可能影響互作真實性，可采用無細胞真核表達系統保留翻譯后修飾。藍景科信為您提供無細胞真核表達系統選擇，表達成功率高，周期短，表達蛋白更接近體內蛋白情況。
（一）技術簡介
雙分子熒光互補（BiFC）技術能直觀、快速地判斷目標蛋白在活細胞中的定位和相互作用。其原理是將熒光蛋白（如綠色熒光蛋GFP、黃色熒光蛋YFP 等）在特定位點分割成無熒光活性的N端和C端片段，再將這兩個片段分別與待測的兩種目標蛋白融合，通過質粒轉染或者農桿菌轉化導入活細胞表達。當目標蛋白發生相互作用時，會帶動兩個熒光蛋白片段靠近重組，恢復熒光活性并發光。借助熒光顯微鏡能直接觀測熒光信號在細胞內的位置和強度，從而確定蛋白間的相互關系及其亞細胞定位。
（二）實驗注意事項
1. 載體設計優化：在目標蛋白與熒光片段之間添加柔性連接肽，通過增加空間自由度減少熒光片段對蛋白互作的位阻效應，避免干擾蛋白功能。
2. 表達水平控制：低轉染量減少假陽性，平衡兩種蛋白表達效率。
3. 嚴格對照：設單獨片段對照，排除片段自發互補的可能，添加陰性和陽性對照。
4. 檢測條件：熒光信號通常在轉染后12-24小時開始出現，因熒光蛋白重構需要折疊時間，建議在24-48小時內完成成像，避免超過72小時因蛋白過飽和聚集產生假陽性，針對不同熒光蛋白設置合適激發/發射波長。
（三）優勢與局限
?優勢：
1. 直觀可視化：通過熒光顯微鏡（如共聚焦）實時觀測蛋白互作的亞細胞定位（如細胞膜、細胞核、細胞質囊泡等），直接關聯互作事件與細胞功能區域。
2. 高特異性：僅當兩蛋白距離<10 nm時，熒光蛋白N/C端片段才能重構成完整β-barrel構并恢復熒光，降低假陽性。
3. 適用于弱/瞬時互作：熒光互補后形成穩定發色團，可將短暫互作（如激酶-底物結合數秒）轉化為持續熒光信號，通過累計效應提升檢測靈敏度。
4. 多系統兼容：動物細胞、植物細胞及模式生物體內均可應用，適用于原生質體、組織切片及活體幼體等多種樣本類型。
5. 多色擴展應用：利用不同光譜的熒光蛋白（如GFP/YFP/CFP/RFP），通過光譜拆分技術實現2-3對互作的同時可視化分析。
?局限：
1. 不可逆互補：熒光蛋白互補后形成共價或非共價穩定結構，無法反映動態解離過程。
2. 假陽性風險：過表達可能導致蛋白非生理性聚集或片段自發互補（需單轉片段對照）。
3. 靈敏度限制：弱互作可能信號微弱，需搭配高靈敏度設備（如共聚焦顯微鏡）或信號放大系統（如mCherry標簽串聯）。
4. 蛋白構像干擾：熒光蛋白片段插入可能影響目標蛋白的折疊或亞細胞定位。
5. 光穩定性問題：常用熒光蛋白（GFP/YFP）在高強度光照下易發生光漂白（半衰期約 5-10 分鐘），需采用低光強成像+快速掃描或添加抗淬滅劑。
（一）技術簡介
熒光素酶互補實驗基于熒光素酶的特性來檢測蛋白質的相互作用。原理是將熒光蟲熒光素酶（如Firefly luciferase）拆分成兩個無活性的N端和C端片段，再分別與待檢測的兩種目標蛋白融合表達。當目標蛋白發生相互作用時，兩個熒光素酶片段靠近重構為有活性的酶，再加入熒光素底物可催化底物反應產生生物發光信號，通過檢測發光信號強度即可判斷蛋白間是否存在相互作用及作用強度。
（二）實驗注意事項
1. 載體設計優化：在目標蛋白與熒光素酶片段之間添加柔性連接肽，通過增加空間自由度減少位阻效應，避免干擾蛋白功能。
2. 表達水平控制：低轉染量減少假陽性，平衡兩種蛋白表達效率。
3. 嚴格對照：設單獨片段對照，排除片段自發互補的可能，添加陰性和陽性對照。
4. 檢測條件：熒光信號通常在轉染后12-24小時開始出現，因熒光蛋白重構需要折疊時間，建議在24-48小時內完成成像，避免超過72小時因蛋白過飽和聚集產生假陽性。發光信號半衰期約30分鐘，需在添加底物后5-10分鐘內完成檢測，并設置復孔（n≥3）降低誤差。
（三）優勢與局限
?優勢：
1. 高靈敏度：可檢測弱或瞬時互作（如NanoLuc信號強度比Firefly高100倍）。
2. 定量性強：化學發光信號線性達7-8個數量級，適用于定量分析互作親和力及藥物對互作的抑制/激活效應）。
3. 活細胞/體內應用：適用于植物（如煙草葉片瞬時表達） 和動物模型（如小鼠腫瘤細胞活體成像）。
4. 無自發熒光干擾：生物發光無需激發光，避免細胞自發熒光（如葉綠素、膠原蛋白）和熒光蛋白的光漂白問題。
?局限：
1. 不可逆互補：熒光素酶片段互補后形成穩定的催化構象，解離半衰期>24小時，無法反映生理條件下的動態解離過程（如激酶-底物的互作）。
2. 過表達假陽性：高濃度蛋白可能導致非生理性聚集（需控制表達量并驗證內源互作，設置單轉片段對照）。
3. 蛋白構像干擾：熒光素酶片段融合可能影響目標蛋白的折疊或亞細胞定位。
4. 光穩定性問題：發光信號在添加底物后30分鐘內衰減50%（如螢火蟲熒光素酶），需在5-15分鐘內完成檢測，不適合長時間互作追蹤。
六、表面等離子共振（SPR）
（一）技術簡介
SPR是一種基于光學原理的無標記生物分子相互作用分析技術，核心原理是：
當一束偏振光以臨界角入射到玻璃棱鏡與金屬膜（通常為金膜）的界面時，會發生全反射并產生消逝波。若金屬膜表面固定的靶分子（如受體、抗體）與溶液中的分析物（如配體、抗原）發生結合，會引起金屬膜表面的折射率變化，進而導致反射光的共振角偏移。通過監測共振角偏移量（ΔRU，響應單位），可實時定量分析分子間的結合/解離動力學過程及親和力強弱。
1.核心組件
2. 關鍵技術參數
響應單位（RU）：1RU≈1ng/mm2 的分子質量變化，反映結合分子的量。
動力學參數：
結合相（Association）：分析物與靶分子結合的速率（kon，單位：M?1?s?1）。
解離相（Dissociation）：結合復合物解離的速率（koff，單位：s?1）。
平衡解離常數（KD）：反映親和力，KD越小，親和力越強（如KD<10?9M為高親和力）。
檢測范圍：可檢測低至nM級的親和力（如瞬時互作）和快至秒級的動力學過程。
（二）實驗注意事項
1. 在固定配體時，要保證配體的活性和固定的穩定性，避免配體在實驗過程中脫落或失活。同時，要優化樣品的濃度和流速，以獲得最佳的信號響應 。
2. 由于SPR信號容易受到外界環境因素的影響，如溫度、溶液中的雜質等，所以實驗過程中要保持環境的穩定，使用高質量的緩沖液和純凈的樣品。
3. 在數據分析時，要選擇合適的擬合模型，根據實驗目的和數據特點進行參數計算，避免因模型選擇不當導致結果偏差 。
（三）優勢與局限
?優勢：
1. 無標記：無需熒光/同位素標記，保留分子天然構象。
2. 實時動態：直接監測結合-解離全過程，提供動力學參數。
3. 高靈敏度：可檢測低至pg級的分子結合（如單克隆抗體）。
4. 高通量：搭配自動進樣器可實現批量樣品分析。
?局限：
1. 需純化分子：靶蛋白和分析物需高度純化（不適用于細胞裂解液等復雜體系）。
2. 儀器成本高：商用SPR設備（如Biacore系列）價格通常在百萬級別。
3. 固定效應：靶蛋白固定可能影響其構象，導致假陰性 / 假陽性結果。
蛋白互作不同方法的比較
上述介紹了6種常用的蛋白質互作研究方法。不同技術的檢測原理、實驗條件及靈敏度存在差異，可能導致結果不一致。建議根據研究目標（如篩選、驗證、定量或定位）和樣品特性（如蛋白亞細胞定位、互作強弱），選擇單一方法或聯合多種技術交叉驗證。
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