ChIP-seq組蛋白特異性修飾位點?常見問題

1. Input和IP樣本之間的關系是什么？
Input和IP屬于兩個樣本，在前期檢測、建庫、測序都是平行進行的，但是分析中需要將兩個樣本的測序數據進行整合分析，得出終的peak結果，并進行后續(xù)分析。

2. Input是什么？有什么作用？
我們將DNA或者RNA fragmentation后，在進行免疫沉淀前，需要取一部分斷裂后的染色質做Input對照（不進行免疫沉淀過程）。Input是斷裂后的基因組DNA或者RNA，需要與沉淀后的樣品DNA/RNA一起經過逆轉交聯，DNA/RNA純化，以及后的PCR或其他方法檢測。通過后續(xù)數據分析，我們可以通過Input對照排除背景噪音（排除因本底表達水平高或一些非特異性結合所造成的假陽性peaks），驗證染色質斷裂的效果和整個實驗中IP效果，所以Input對照是IP-seq實驗*的步驟。

3. 陽性對照和陰性對照是什么？
陽性對照

一般用anti-RNA polymerase II抗體，因為RNA polymerase II是通用轉錄因子，在所有細胞中都能結合基因的核心啟動子區(qū)，因此理論上，ChIP后PCR會有條帶。一般陽性對照不進行測序。

陰性對照

陰性對照分為mock和Input兩種，二者均能起到減少假陽性的作用。mock：用普通IgG為抗體，理論上不會ChIP下來任何DNA fragment，因此作為陰性對照，但是由于非特異性結合，或者實驗過程，沒發(fā)生結合的DNA清楚不*，可能會出現條帶，但是一般條帶亮度較弱。IgG不需要進行測序，只是判斷IP試驗中所選取的抗體是否特異。

4. ChIP-seq的推薦測序數據量是多少？是否需要設置重復？

一般來說，ChIP得到的DNA fragment豐富度較低，大數據量測序意義不大。按照ENCODE目前標準：轉錄因子建議有20 M以上的可用reads；不同組蛋白標準不一，基本在20 M-45 M可用reads。

ChIP-seq的實驗過程較為復雜，早期文章中往往缺少重復樣本的設置。不過為了提高文章結論的可信度，目前的分析標準中通常推薦有2個以上的生物學重復；對于樣本較難獲得的情況，可以不設置生物學重復。

5. ChIP實驗中使用的對照樣本是否也需要測序？需要哪些對照？

ChIP富集中常見的對照包括：

1）input，片段化后未經抗體富集的染色質后期去蛋白得到的DNA；

2）陽性對照，利用普通組蛋白或RNA聚合酶等陽性蛋白抗體進行免疫沉淀得到的DNA；

3）陰性對照，免疫沉淀過程中不加入抗體或者加入非特異性IgG抗體得到的DNA。

其中，input在數據分析時用于除去背景、進行檢峰，是必須要進行建庫測序的樣本；陽性對照所用抗體與目標蛋白無關，不必進行建庫測序；陰性對照理論上基本不會捕獲到足量DNA，無法進行建庫測序。

?相關技術服務：

1、 DNA親和純化測序（DAP-seq）：高通量檢測轉錄因子或DAN結合蛋白在基因組上的結合位點。

2、 酵母單雜交：DAP-seq后續(xù)驗證服務。

3、 EMSA：驗證蛋白和DNA是否結合，可用于DAP-seq的后續(xù)驗證。

4、 DAP-seq與RNA-seq聯合分析： 分析轉錄因子的靶基因在RNA-seq數據中的表達變化，深入挖掘DAP-seq和RNA-seq測序數據，增加轉錄組測序的分析深度。

5、 DNA-pull down：鑒定與DNA結合的蛋白。

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